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Dienstag, 13 April 2021 11:59

Organ-on-chip

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Geschätzte Lesezeit: 6 - 11 Minuten

Jüngste Fortschritte in Mikrosystemtechnik und Zellkulturtechniken haben zur Entwicklung von Organ-on-Chip-Mikrosystemen geführt, um funktionelle Einheiten von Organen zu modellieren.

Durch die Rekonstruktion der natürlichen Gewebearchitektur und der chemischen und mechanischen Einflüsse der Mikroumgebung bilden Organ-on-Chips Funktionalitäten auf Gewebeebene in vitro nach, was mit herkömmlichen Zellkulturmethoden nicht möglich ist. Organ-on-Chips sind typischerweise mikrofluidische Systeme zur Zellkultur aus optisch transparenten Materialien, die eine hochauflösende Bildgebung und Echtzeitüberwachung von Zellreaktionen ermöglichen. Diese Mikrosysteme ermöglichen es, die im Körper beobachteten biomechanischen Kräfte nachzubilden und spielen eine wichtige Rolle bei der Steuerung von Zellentwicklung und -funktionen. In jüngster Zeit wurden Stammzelltechnologien einschließlich induzierter pluripotenter Stammzellen (iPS) genutzt, um Organ-on-Chips zu entwickeln, die unterschiedliche Arten von Organ- und Krankheitsmodellen ermöglichen, die mit Primärzellen und Zelllinien nicht möglich sind. Organs-on-Chips replizieren Reaktionen auf Gewebeebene mit menschlichen Zellen und ermöglichen so eine genauere Vorhersage der menschlichen Reaktionen auf Medikamente und Krankheiten. Da die Kosten für die Entdeckung von Medikamenten aufgrund der begrenzten Vorhersagbarkeit konventioneller Monolagenkulturmethoden und Tiermodelle ständig steigen, hat diese Technologie ein großes Potenzial, die Entdeckung und Entwicklung von Medikamenten zu fördern sowie die menschliche Physiologie und Krankheit zu modellieren.

In den im Special Issue [1] veröffentlichten Artikeln werden Einblicke und Fortschritte in Organ-on-Chip-Mikrogeräte gegeben. Die zehn Beiträge, darunter drei Übersichtsarbeiten, befassen sich mit einem neuartigen Material zur Herstellung von mikrofluidischen Organ-on-Chips [2], Methoden zur Abgabe mechanischer Reize [3, 4], Methoden zur Messung mechanischer Kräfte [5, 6], Methoden zur Bewertung zellulärer Funktionen in 3D-Kulturen [7–9] und speziellen Organmodellen; Lungenchips [4, 10], Leberchips [11, 12], Blutgefäßchips [13–16], einschließlich Modellen der äußeren Blut-Retina- Schranke [15] und Ischämie-Reperfusionsverletzungen [16].

Abb. 1: Methoden und Geräte zur Abgabe mechanischer Stimuli an  OOC-Systeme; (A) Externe Spritzenpumpe liefert einen Scherfluss;  (B) Die Mikropumpe ist in ein mikrofluidisches OOC-System  integriert, um entweder einen laminaren oder pulsierenden Fluss zu  erzeugen; (C) Die OrganoPlate-Perfusionswippe wird verwendet,  um den Scherfluss durch die im OrganoPlate kultivierten Zellen zu  erzeugen, indem der Tisch gekippt wird; (D) Druckkraft wird auf die  Zellen auf einer Gewebekulturplatte (TCP) durch die Kolben ausgeübt,  die an einer beweglichen Platte angebracht sind, die sich auf und ab  bewegt; (E) Die Druckkraft wird über den Druckregler auf die  Membran übertragen, die auf den Zellen liegt; (F) Dehnung/Dehnung  wird durch periodisches Anlegen von Vakuum an die peripheren  Kammern erzeugt, wodurch sich die Hauptkulturkammer zyklisch  dehnen kann (Bild: [3] CC-BY 4.0)   Abb. 1: Methoden und Geräte zur Abgabe mechanischer Stimuli an OOC-Systeme; (A) Externe Spritzenpumpe liefert einen Scherfluss; (B) Die Mikropumpe ist in ein mikrofluidisches OOC-System integriert, um entweder einen laminaren oder pulsierenden Fluss zu erzeugen; (C) Die OrganoPlate-Perfusionswippe wird verwendet, um den Scherfluss durch die im OrganoPlate kultivierten Zellen zu erzeugen, indem der Tisch gekippt wird; (D) Druckkraft wird auf die Zellen auf einer Gewebekulturplatte (TCP) durch die Kolben ausgeübt, die an einer beweglichen Platte angebracht sind, die sich auf und ab bewegt; (E) Die Druckkraft wird über den Druckregler auf die Membran übertragen, die auf den Zellen liegt; (F) Dehnung/Dehnung wird durch periodisches Anlegen von Vakuum an die peripheren Kammern erzeugt, wodurch sich die Hauptkulturkammer zyklisch dehnen kann (Bild: [3] CC-BY 4.0) Im Inneren des Körpers sind Zellen biomechanischen Kräften ausgesetzt, einschließlich fluidischer Scherspannung und mechanischer Belastung, die die Zellfunktion regulieren und zu Erkrankungen beitragen können. Kaarj et al. beschreiben Methoden zur Erzeugung mechanischer Stimuli mit Fokus auf die technischen Ausführungen der Geräte [3]. Sie beschreiben Organ-on-Chip-Systeme, die verschiedene Arten mechanischer Stimuli enthalten, und deren mögliche Anwendungen die Entwicklung physiologisch relevanter Modelle und Untersuchung der Mechanobiologie sind (siehe Abb. 1).

Lin et al. entwickelten ein einfaches, aber leistungsfähiges mikrofluidisches Gerät, das hydrostatischen Druck und zyklische Belastung erzeugen kann, um die physiologische Mikroumgebung der Lunge nachzuahmen [4]. Dieses Organ-on-a-Chip-System macht den Weg frei für ein besseres Verständnis des zellulären Verhaltens unter verschiedenen physiologischen Bedingungen der Lunge für zukünftige translationale Studien. Ebenso ist es wichtig, die von Zellen und Geweben erzeugten mechanischen Kräfte quantitativ zu messen. Hierfür wurde ein Dehnungsmessstreifen entwickelt, um mechanische Dehnungen in situ zu messen [5]. Dieser Messstreifen kann eingesetzt werden, um die mechanische Dehnung an einer Membran zu messen, an der Zellen kultiviert werden. Die vorgestellte Methode ermöglicht die Integration der Dehnungsmessstreifen in monolithisch hergestellte Organ-on-Chip-Geräte. Ein anderer Ansatz, der eine Mikro-Unterdruck-Spannvorrichtung verwendet, wurde entwickelt, um biomechanische Eigenschaften eines dreidimensionalen (3D) Gewebes zu messen [6]. Dieser Chip kann Herzgewebe durch Unterdruck positionieren, was die Messung der Schlagkraft eines aus menschlichen iPSC-abgeleiteten Kardiomyozyten zusammengesetzten Herzgewebes ermöglicht. Diese Methoden zur Messung mechanischer Kräfte können für Herz-auf-Chip-Anwendungen nützlich sein.

Durch die Kombination von 3D-Zellkultur- und Mikrosystemtechnologien wurden 3D-Kultur-Chips entwickelt, um eine in vivo-ähnliche Mikroumgebung nachzubilden und um Hochdurchsatzsysteme zu entwickeln. Bastiaens et al. entwickelten einen 3D-Kulturchip für Neuronen durch die Kombination von nanorillierten Substraten mit einer 3D-Hydrogelkultur [7] (siehe Abb. 2).

Die Methode ermöglicht die Ausbildung eines gerichteten neuronalen 3D-Zellnetzwerks. Die Verwendung von Nanorillen erhöht die strukturelle Komplexität der neuronalen 3D-Zellkulturen und bietet eine Möglichkeit, ein Brain-on-a-Chip-Modell zu entwickeln. Chen et al. entwickelten eine bildgebende Methode für 3D-Kulturen [8]. Mit Hilfe der Gitterlichtschnittmikroskopie können einzelne neuronale Zellen in einem 3D-Hippocampus-Neuron beobachtet werden. Diese Methode ermöglicht die Quantifikation von Spannungsantworten und Kalziumdynamik in einzelnen Neuronen in 3D-Kultur. Choi et al. entwickelten einen Chip zur Bildung eines Arrays von 3D-Zell-Sphäroiden für Medikamententests [9]. Ein 12 x 36 Array aus Alginat-Hydrogelen, das Krebs-Sphäroide enthält, wurde mit Hilfe von Mikrosäulen und Mikrovertiefungen gebildet. Dieses System kann siebzig Medikamente bei sechs Replikaten auf einem Chip testen und stellt eine nützliche Plattform für das Medikamentenscreening dar.

 

Im Special Issue [1] wird über verschiedene Arten von Organen auf Chips berichtet: Frost et al. berichteten über eine mikrofluidische Lunge auf einem Chip, indem sie die Epithel-Endothel-Grenzfläche der Lunge nachgebildet haben, um die Durchlässigkeit für Medikamente zu untersuchen [10]. Dieses mikrofluidische Gerät ermöglicht es, den Einfluss der Flüssigkeitsschubspannung auf die Gewebepermeabilität zu untersuchen. Deng et al. untersuchten Strategien zum Aufbau von Leber-on-chip-Modellen [11]. Leberchips, die aus menschlichen Zellen bestehen, könnten potenziell mit klinischen Tests korrelieren. Diese Chips ermöglichen die Vorhersage der Hepatotoxizität und des Metabolismus von Medikamenten beim Menschen und können mit anderen Organchips verbunden werden, um physiologische Interaktionen zwischen mehreren Organen zu rekapitulieren. Es wurde auch eine biomimetische Methode entwickelt, um den Medikamentenstoffwechsel in der Leber nachzuahmen [12]. Katalysatoren, die auf magnetischen Nanopartikeln immobilisiert sind, könnten Arzneimittelmetaboliten in sehr kleinen Volumina effizient produzieren.

Blutgefäßchips wurden entwickelt, um die Angiogenese zu untersuchen und Krankheitsmodelle zu entwickeln. Wang et al. untersuchten aktuelle Strategien zur Entwicklung von Mikrogefäßen auf Chips mit dem Schwerpunkt auf der Erzeugung von 3D-Mikrogefäßnetzwerken [13]. Akbari et al. untersuchten unter Verwendung eines mikrofluidischen 3D-Kulturchips die Rolle der durch Gefäßverzweigungen auftretenden Fliessbedingungen auf die endotheliale Aussprossung [14]. Dieses Modell zeigte die Bedeutung der lokalen Flussdynamik aufgrund der verzweigten Gefäßgeometrie bei der Bestimmung des Ortes der Angiogenese. Ein mikrofluidisches Co-Kultur-Modell wurde entwickelt, um die äußere Blut-Retina-Schranke zu rekapitulieren [15]. Das Gerät besteht aus einem oberen Mikrokanal und mehreren unteren Mikrokanälen zur Bildung einer Co-Kultur mit 3D-Blutgefäßen. Durch die Integration von Platinelektroden in das Gerät ermöglicht dieses System die Messung des transepithelialen elektrischen Widerstands (TEER) in Echtzeit, wodurch die Integrität der epithelialen Barriere auf dem Chip beurteilt werden kann. Nemcovsky et al. entwickelten ein neuartiges mikrofluidisches System zur Modellierung von Ischämie-Reperfusionsschäden [16]. Dieses System besteht aus einem mit humanen Endothelzellen ausgekleideten Gefäßkompartiment, das mit einem humanen Blutgerinnsel verschlossen und anschließend durch eine thrombolytische Behandlung wieder mit Blut versorgt, also reperfundiert werden kann. Die Wiederherstellung der Blutversorgung ist für die Rettung von ischämischem Gewebe unerlässlich; die Reperfusion verursacht jedoch paradoxerweise weitere Schäden, auch in weiter entfernt liegenden Gewebsbereichen. Der mikrofluidische Modus der Ischämie-Reperfusionsverletzung ermöglicht ein Verständnis von Schlüsselmerkmalen nach der Wiederherstellung des Blutflusses nach der Beseitigung eines vaskulären Embolieverschlusses. Daher kann dieses Mikro- system potenziell als leistungsstarke Plattform zur Untersuchung neuer therapeutischer Ansätze für die Behandlung der Ischämie-Reperfusionsverletzung dienen.

Abb. 2: Überblick über die bildbasierte Screening-Analyse auf  Z-Stapel-Bildern aus einer neuronalen 3D-Zellkultur;  (A) Schematisches Beispiel mit mehreren Bildschnitten aus einem  Z-Stapel, der Astrozyten (grün) in einer primären Rattenhirn-  CTX-Kultur auf einem nanogerillten Substrat zeigt. Astrozyten und  ihre Auswüchse sind über mehrere Schichten hinweg zu sehen, was  ihre Anwesenheit in größerer Entfernung von der nanogerillten  Oberfläche zeigt; (B) Die Zellbildanalyse-Software (HCA-Vision,  CSIRO) wurde verwendet, um Zellkörper und ihre jeweiligen  Auswüchse für jede der Schichten im z-Stapel zu identifizieren;  (C) Die Identifizierung der Auswüchse in (B) wurde mit einem  Frangi-Vesselness-Algorithmus analysiert, um den Prozentsatz der  Auswüchse zu bestimmen, die zum darunter liegenden nanogerillten  Substrat für jede Schicht des z-Stapels ausgerichtet sind, um den  Grad der Ausrichtung als Funktion des Abstands vom nanogerillten  Substrat zu bestimmen (Bild: [7] CC-by 4.0)Abb. 2: Überblick über die bildbasierte Screening-Analyse auf Z-Stapel-Bildern aus einer neuronalen 3D-Zellkultur; (A) Schematisches Beispiel mit mehreren Bildschnitten aus einem Z-Stapel, der Astrozyten (grün) in einer primären Rattenhirn- CTX-Kultur auf einem nanogerillten Substrat zeigt. Astrozyten und ihre Auswüchse sind über mehrere Schichten hinweg zu sehen, was ihre Anwesenheit in größerer Entfernung von der nanogerillten Oberfläche zeigt; (B) Die Zellbildanalyse-Software (HCA-Vision, CSIRO) wurde verwendet, um Zellkörper und ihre jeweiligen Auswüchse für jede der Schichten im z-Stapel zu identifizieren; (C) Die Identifizierung der Auswüchse in (B) wurde mit einem Frangi-Vesselness-Algorithmus analysiert, um den Prozentsatz der Auswüchse zu bestimmen, die zum darunter liegenden nanogerillten Substrat für jede Schicht des z-Stapels ausgerichtet sind, um den Grad der Ausrichtung als Funktion des Abstands vom nanogerillten Substrat zu bestimmen (Bild: [7] CC-by 4.0)

Die meisten Organs-on-Chips werden meist aus Polydimethylsiloxan (PDMS) hergestellt, weil es einfach zu verwenden, biokompatibel, hoch gasdurchlässig, optisch klar und flexibel ist. Obwohl PDMS sehr nützlich ist, besteht ein gravierender Nachteil darin, dass kleine hydrophobe Moleküle stark in PDMS absorbiert werden. Diese Einschränkung ist für Medikamententests kritisch, da PDMS kleine hydrophobe Medikamente aufsaugt. Sano et al. berichteten über eine neuartige Methode zur Herstellung von mikrofluidischen Geräten unter Verwendung eines Fluoroelastomers, das gegenüber der Absorption von kleinen hydrophoben Wirkstoffen ähnlich wie Stan- dard-Kulturplatten resistent ist [2]. Diese Methode kann eine nützliche Plattform darstellen, um Organs-on-Chips für die Arzneimittelforschung und -entwicklung zu konstruieren. Da Organs-on-Chips mittlerweile große Aufmerksamkeit von der pharmazeutischen Industrie erhalten haben, ist es sehr wichtig, geeignete Materialien zu identifizieren, um kommerzialisierungsreife Organs-on-Chips zu entwickeln.

Quellen

[1] Torisawa, Y.-s.; Tung, Y.-C.: Editorial for the Special Issue on Organs-on-ChipsMicromachines, 11 (2020) 369
[2] Sano, E.; Mori, C.; Matsuoka, N.; Ozaki, Y.; Yagi, K.; Wada, A.; et al.: Tetrafluoroethylene-Propylene Elastomer for Fabrication of Microfluidic Organs-on-Chips Resistant to Drug Absorption, Micromachines, 10(2019) 93
[3] Kaarj, K.; Yoon, J.Y.: Methods of Delivering Mechanical Stimuli to Organ-on-a-Chip, Micromachines, 10 (2019) 700
[4] Lin, T.R.; Yeh, S.L.; Peng, C.C.; Liao, W.H.; Tung, Y.C.: Study Effects of Drug Treatment and Physiological Physical Stimulation on Surfactant Protein Expression of Lung Epithelial Cells Using a Biomimetic Microfluidic Cell Culture Device, Micromachines, 10 (2019) 400
[5] Quirós-Solano, W.F.; Gaio, N.; Silvestri, C.; Pandraud, G.; Dekker, R.; Sarro, P.M.: Metal and Polymeric Strain Gauges for Si-Based, Monolithically Fabricated Organs-on-Chips. Micromachines, 10 (2019) 536
[6] Uesugi, K.; Shima, F.; Fukumoto, K.; Hiura, A.; Tsukamoto, Y.; Miyagawa, S. et al: Micro Vacuum Chuck and Tensile Test System for Bio-Mechanical Evaluation of 3D Tissue Constructed of Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes (hiPS-CM), Micromachines, 10 (2019) 487
[7] Bastiaens, A.; Xie, S.; Luttge, R.: Nanogroove-Enhanced Hydrogel Scaffolds for 3D Neuronal Cell Culture: An Easy Access Brain-on-Chip Model, Micromachines, 10 (2019) 638
[8] Chen, C.Y.; Liu, Y.T.; Lu, C.H.; Lee, P.Y.; Tsai, Y.C.; Wu, J.S. et. al.: The Applications of Lattice Light-sheet Microscopy for Functional Volumetric Imaging of Hippocampal Neurons in a Three-Dimensional Culture System, Micromachines, 10 (2019) 599
[9] Choi, J.W.; Lee, S.Y.; Lee, D.W.: A Cancer Spheroid Array Chip for Selecting Effective Drug, Micromachines, 10 (2019) 688
[10] Frost, T.S.; Jiang, L.; Lynch, R.M.; Zohar, Y.: Permeability of Epithelial/Endothelial Barriers in Transwells and Microfluidic Bilayer Devices, Micromachines, 10 (2019) 533
[11] Deng, J.; Wei, W.; Chen, Z.; Lin, B.; Zhao, W.; Luo, Y. et al.: Engineered Liver-on-a-Chip Platform to Mimic Liver Functions and Its Biomedical Applications: A Review, Micromachines, 10 (2019) 676
[12] Decsi, B.; Krammer, R.; Hegedüs, K.; Ender, F.; Gyarmati, B.; Szilágyi, A. et al.: Liver-on-a-Chip-Magnetic Nanoparticle Bound Synthetic Metalloporphyrin-Catalyzed Biomimetic Oxidation of a Drug in a Magnechip Reactor, Micromachines, 10 (2019) 668
[13] Wang, X.; Sun, Q.; Pei, J.: Microfluidic-Based 3D Engineered Microvascular Networks and Their Applications in Vascularized Microtumor Models, Micromachines, 9(2018) 493
[14] Akbari, E.; Spychalski, G.B.; Rangharajan, K.K.; Prakash, S.; Song, J.W.: Competing Fluid Forces Control Endothelial Sprouting in a 3-D Microfluidic Vessel Bifurcation Model, Micromachines, 10 (2019) 451
[15] Chen, L.J.; Raut, B.; Nagai, N.; Abe, T.; Kaji, H.: Prototyping a Versatile Two-Layer Multi-Channel Microfluidic Device for Direct-Contact Cell-Vessel Co-Culture, Micromachines, 11 (2020) 79
[16] Nemcovsky Amar, D.; Epshtein, M.; Korin, N.: Endothelial Cell Activation in an Embolic Ischemia-Reperfusion Injury Microfluidic Model, Micromachines, 10 (2019) 857

Literatur

1 Hakubi Center for Advanced Research, Kyoto University, Kyoto 615-8540, Japan
2 Department of Micro Engineering, Kyoto University, Kyoto 615-8540, Japan Research
3 Center for Applied Sciences, Academia Sinica, Taipei 11529, Taiwan College of Engineering,
4 Chang Gung University, Taoyuan 33302, Taiwan

Der Vorliegende Artikel ist eine Übersetzung aus dem englischen Original-Editorial zum Special Issue on Organs-on-Chips: Micromachines, 11 (2020) 369; doi:10.3390/mi11040369, MDPI, von Yu-suke Torisawa1,2 and Yi-Chung Tung3,4

Der Aufsatz ist ergänzt durch Einfügungen und entsprechende Kürzungen aus den Artikeln. Die Abbildungen sind mit ins Deutsche übersetzten Bildbeschriftungen aus den angegebenen Artikeln entnommen.

Alle Artikel sind veröffentlicht unter der CC-BY Lizenz http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/ 

 

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  • Ausgabe: 3
  • Jahr: 2021
  • Autoren: Yu-suke Torisawa; Yi-Chung Tung

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