Órgano en chip

Los recientes avances en tecnología de microsistemas y técnicas de cultivo celular han permitido desarrollar microsistemas órgano-en-chip para modelar unidades funcionales de órganos.

Al reconstruir la arquitectura tisular natural y las influencias químicas y mecánicas del microentorno, los organ-on-chips reproducen funcionalidades a nivel tisular in vitro, lo que no es posible con los métodos convencionales de cultivo celular. Los organ-on-chips suelen ser sistemas microfluídicos de cultivo celular fabricados con materiales ópticamente transparentes que permiten obtener imágenes de alta resolución y supervisar las reacciones celulares en tiempo real. Estos microsistemas permiten replicar las fuerzas biomecánicas observadas en el cuerpo y desempeñan un papel importante en el control del desarrollo y la función celulares. Más recientemente, las tecnologías de células madre, incluidas las células madre pluripotentes inducidas (iPS), se han utilizado para desarrollar órganos en chips que permiten crear distintos tipos de órganos y modelos de enfermedades que no son posibles con células primarias y líneas celulares. Los órganos en chips reproducen respuestas a nivel tisular con células humanas, lo que permite predecir con mayor exactitud las respuestas humanas a fármacos y enfermedades. Dado que el coste del descubrimiento de fármacos sigue aumentando debido a la limitada predictibilidad de los métodos convencionales de cultivo en monocapa y de los modelos animales, esta tecnología tiene un gran potencial para avanzar en el descubrimiento y desarrollo de fármacos y para modelizar la fisiología y las enfermedades humanas.

Los artículos publicados en el número especial [1] aportan ideas y avances sobre los microdispositivos órgano-en-chip. Los diez artículos, tres de los cuales son revisiones, se centran en un nuevo material para fabricar microchips de órganos en chips [2], métodos para administrar estímulos mecánicos [3, 4], métodos para medir fuerzas mecánicas [5, 6], métodos para evaluar la función celular en cultivos tridimensionales [7-9] y modelos de órganos especializados; Chips de pulmón [4, 10], chips de hígado [11, 12], chips de vasos sanguíneos [13-16], incluidos modelos de la barrera hemato-retiniana externa [15] y lesiones por isquemia-reperfusión [16].

Fig. 1: Métodos y dispositivos utilizados para suministrar estímulos mecánicos a los sistemas OOC; (A) una bomba de jeringa externa suministra flujo de cizallamiento; (B) una microbomba se integra en un sistema OOC microfluídico para generar flujo laminar o pulsátil; (C) el balancín de perfusión OrganoPlate se utiliza para generar flujo de cizallamiento a través de las células cultivadas en el OrganoPlate inclinando la mesa; (D) Se aplica una fuerza de compresión a las células en una placa de cultivo tisular (TCP) mediante los pistones unidos a una placa móvil que se mueve hacia arriba y hacia abajo; (E) La fuerza de compresión se transmite a la membrana que descansa sobre las células a través del regulador de presión; (F) Se crea elongación/estiramiento aplicando periódicamente vacío a las cámaras periféricas, lo que permite que la cámara de cultivo principal se estire cíclicamente (Imagen: [3] CC-BY 4.0) En el interior del organismo, las células están sometidas a fuerzas biomecánicas, como el esfuerzo de cizallamiento fluídico y la tensión mecánica, que pueden regular la función celular y contribuir a la aparición de enfermedades. Kaarj et al. describen métodos para generar estímulos mecánicos centrándose en los diseños técnicos de los dispositivos [3]. Describen sistemas órgano-en-chip que contienen diferentes tipos de estímulos mecánicos y cuyas aplicaciones potenciales son el desarrollo de modelos fisiológicamente relevantes y el estudio de la mecanobiología (véase la Fig. 1).

Lin et al. desarrollaron un dispositivo microfluídico sencillo pero potente que puede generar presión hidrostática y carga cíclica para imitar el microambiente fisiológico del pulmón [4]. Este sistema órgano-en-un-chip allana el camino hacia una mejor comprensión del comportamiento celular en diferentes condiciones fisiológicas del pulmón para futuros estudios traslacionales. También es importante medir cuantitativamente las fuerzas mecánicas generadas por las células y los tejidos. Con este fin, se ha desarrollado un extensómetro para medir las tensiones mecánicas in situ [5]. Este extensómetro puede utilizarse para medir la tensión mecánica en una membrana sobre la que se cultivan células. El método presentado permite integrar las galgas extensométricas en dispositivos monolíticos órgano-en-chip. Se ha desarrollado otro método, que utiliza un dispositivo de sujeción por microvacío, para medir las propiedades biomecánicas de un tejido tridimensional (3D) [6]. Este chip puede posicionar tejido cardíaco utilizando presión negativa, lo que permite medir la fuerza de impacto del tejido cardíaco compuesto por cardiomiocitos humanos derivados de iPSC. Estos métodos de medición de fuerzas mecánicas pueden ser útiles para aplicaciones de corazón en chip.

Mediante la combinación de tecnologías de cultivo celular en 3D y microsistemas, se han desarrollado chips de cultivo en 3D para imitar un microentorno similar al in vivo y desarrollar sistemas de alto rendimiento. Bastiaens et al. desarrollaron un chip de cultivo 3D para neuronas combinando sustratos nanorrellenados con un cultivo 3D de hidrogel [7] (véase la Fig. 2).

El método permite la formación de una red celular neuronal 3D dirigida. El uso de nanoranuras aumenta la complejidad estructural de los cultivos de células neuronales en 3D y proporciona una forma de desarrollar un modelo de cerebro en un chip. Chen et al. desarrollaron un método de obtención de imágenes para cultivos 3D [8]. Utilizando microscopía de lámina de luz, se pueden observar células neuronales individuales en una neurona hipocampal 3D. Este método permite cuantificar las respuestas de voltaje y la dinámica del calcio en neuronas individuales en cultivos 3D. Choi et al. desarrollaron un chip para formar una matriz de esferoides celulares 3D para el análisis de fármacos [9]. Utilizando micropilares y micropocillos se formó una matriz de 12 x 36 hidrogeles de alginato que contenían esferoides cancerígenos. Este sistema puede probar setenta fármacos en seis réplicas en un chip y proporciona una plataforma útil para el cribado de fármacos.

En el número especial [1] se describen varios tipos de órganos en chips: Frost et al. presentaron un pulmón en un chip microfluídico que reproduce la interfaz epitelio-endotelio del pulmón para estudiar la permeabilidad a los fármacos [10]. Este dispositivo microfluídico permite estudiar la influencia del esfuerzo cortante del fluido en la permeabilidad del tejido. Deng et al. investigaron estrategias para construir modelos de hígado en chip [11]. Los chips hepáticos compuestos por células humanas podrían correlacionarse potencialmente con las pruebas clínicas. Estos chips permiten predecir la hepatotoxicidad y el metabolismo de fármacos en humanos y pueden vincularse a chips de otros órganos para recapitular las interacciones fisiológicas entre múltiples órganos. También se ha desarrollado un método biomimético para imitar el metabolismo de fármacos en el hígado [12]. Los catalizadores inmovilizados en nanopartículas magnéticas podrían producir eficazmente metabolitos de fármacos en volúmenes muy pequeños.

Se han desarrollado chips de vasos sanguíneos para estudiar la angiogénesis y desarrollar modelos de enfermedades. Wang et al. investigaron las estrategias actuales para desarrollar microvasos en chips, centrándose en la generación de redes de microvasos en 3D [13]. Utilizando un chip de cultivo microfluídico en 3D, Akbari et al. investigaron el papel de las condiciones de flujo derivadas de la ramificación de los vasos en el brote endotelial [14]. Este modelo demostró la importancia de la dinámica del flujo local debida a la geometría de los vasos ramificados para determinar el lugar de la angiogénesis. Se desarrolló un modelo de co-cultivo microfluídico para recapitular la barrera hemato-retiniana externa [15]. El dispositivo consta de un microcanal superior y varios microcanales inferiores para formar un co-cultivo con vasos sanguíneos en 3D. Al integrar electrodos de platino en el dispositivo, este sistema permite medir la resistencia eléctrica transepitelial (TEER) en tiempo real, lo que permite evaluar la integridad de la barrera epitelial en el chip. Nemcovsky et al. desarrollaron un novedoso sistema de microfluidos para modelizar lesiones por isquemia-reperfusión [16]. Este sistema consiste en un compartimento vascular revestido con células endoteliales humanas, que puede ocluirse con un coágulo de sangre humana y luego reperfundirse mediante tratamiento trombolítico. El restablecimiento del suministro sanguíneo es esencial para el rescate del tejido isquémico; sin embargo, la reperfusión provoca paradójicamente más daños, incluso en zonas tisulares más distantes. El modo microfluídico de lesión por isquemia-reperfusión permite comprender las características clave tras el restablecimiento del flujo sanguíneo después de la eliminación de una oclusión embólica vascular. Por lo tanto, este microsistema puede servir potencialmente como una potente plataforma para investigar nuevos enfoques terapéuticos para el tratamiento de la lesión por isquemia-reperfusión.

Fig. 2: Visión general del análisis de cribado basado en imágenes en Z-stack de un cultivo de células neuronales en 3D; (A) Ejemplo esquemático con múltiples cortes de imagen de un Z-stack que muestra astrocitos (verde) en un cultivo CTX primario de cerebro de rata en un sustrato nanoranurado. Los astrocitos y sus excrecencias pueden verse a través de múltiples capas, mostrando su presencia a mayor distancia de la superficie nanoranurada; (B) Se utilizó un software de análisis de imágenes celulares (HCA-Vision, CSIRO) para identificar los cuerpos celulares y sus respectivas excrecencias para cada una de las capas en la pila Z; (C) La identificación de las excrecencias en (B) se analizó utilizando un algoritmo de Frangi-Vesselness para determinar el porcentaje de excrecencias alineadas con el sustrato nanoranurado subyacente para cada capa de la pila z para determinar el grado de alineación en función de la distancia desde el sustrato nanoranurado (Fig: [7] CC-by 4.0)

La mayoría de los órganos-en-chips suelen estar hechos de polidimetilsiloxano (PDMS) porque es fácil de usar, biocompatible, altamente permeable a los gases, ópticamente transparente y flexible. Aunque el PDMS es muy útil, una grave desventaja es que las pequeñas moléculas hidrófobas se absorben fuertemente en el PDMS. Esta limitación es crítica para el análisis de fármacos porque el PDMS absorbe pequeños fármacos hidrofóbicos. Sano et al. describieron un método novedoso para fabricar dispositivos microfluídicos utilizando un fluoroelastómero resistente a la absorción de pequeños fármacos hidrófobos, similar a las placas de cultivo estándar [2]. Este método puede proporcionar una plataforma útil para construir órganos-en-chips para el descubrimiento y desarrollo de fármacos. Dado que la industria farmacéutica ha prestado mucha atención a los órganos en chip, es muy importante identificar los materiales adecuados para desarrollar órganos en chip listos para su comercialización.

Fuentes

[1] Torisawa, Y.-s.; Tung, Y.-C.: Editorial para el número especial sobre órganos en chipsMicromachines, 11 (2020) 369
[2] Sano, E.; Mori, C.; Matsuoka, N.; Ozaki, Y.; Yagi, K.; Wada, A.; et al: Elastómero de tetrafluoroetileno-propileno para la fabricación de órganos en chip microfluídicos resistentes a la absorción de fármacos, Micromachines, 10(2019) 93
[3] Kaarj, K.; Yoon, J.Y.: Methods of Delivering Mechanical Stimuli to Organ-on-a-Chip, Micromachines, 10 (2019) 700
[4] Lin, T.R.; Yeh, S.L.; Peng, C.C.; Liao, W.H.; Tung, Y.C.: Study Effects of Drug Treatment and Physiological Physical Stimulation on Surfactant Protein Expression of Lung Epithelial Cells Using a Biomimetic Microfluidic Cell Culture Device, Micromachines, 10 (2019) 400
[5] Quirós-Solano, W.F.; Gaio, N.; Silvestri, C.; Pandraud, G.; Dekker, R.; Sarro, P.M.: Galgas extensométricas metálicas y poliméricas para órganos en chip basados en Si y fabricados monolíticamente. Micromachines, 10 (2019) 536
[6] Uesugi, K.; Shima, F.; Fukumoto, K.; Hiura, A.; Tsukamoto, Y.; Miyagawa, S. et al: Mandril de microvacío y sistema de ensayo de tracción para la evaluación biomecánica de tejido 3D construido a partir de cardiomiocitos derivados de células madre pluripotentes inducidas humanas (hiPS-CM), Micromachines, 10 (2019) 487.
[7] Bastiaens, A.; Xie, S.; Luttge, R.: Nanogroove-Enhanced Hydrogel Scaffolds for 3D Neuronal Cell Culture: An Easy Access Brain-on-Chip Model, Micromachines, 10 (2019) 638.
[8] Chen, C.Y.; Liu, Y.T.; Lu, C.H.; Lee, P.Y.; Tsai, Y.C.; Wu, J.S. et. al: The Applications of Lattice Light-sheet Microscopy for Functional Volumetric Imaging of Hippocampal Neurons in a Three-Dimensional Culture System, Micromachines, 10 (2019) 599.
[9] Choi, J.W.; Lee, S.Y.; Lee, D.W.: A Cancer Spheroid Array Chip for Selecting Effective Drug, Micromachines, 10 (2019) 688
[10] Frost, T.S.; Jiang, L.; Lynch, R.M.; Zohar, Y.: Permeability of Epithelial/Endothelial Barriers in Transwells and Microfluidic Bilayer Devices, Micromachines, 10 (2019) 533.
[11] Deng, J.; Wei, W.; Chen, Z.; Lin, B.; Zhao, W.; Luo, Y. et al: Plataforma de ingeniería de hígado en un chip para imitar las funciones hepáticas y sus aplicaciones biomédicas: una revisión, Micromachines, 10 (2019) 676.
[12] Decsi, B.; Krammer, R.; Hegedüs, K.; Ender, F.; Gyarmati, B.; Szilágyi, A. et al: Liver-on-a-Chip-Magnetic Nanoparticle Bound Synthetic Metalloporphyrin-Catalyzed Biomimetic Oxidation of a Drug in a Magnechip Reactor, Micromachines, 10 (2019) 668.
[13] Wang, X.; Sun, Q.; Pei, J.: Microfluidic-Based 3D Engineered Microvascular Networks and Their Applications in Vascularised Microtumor Models, Micromachines, 9(2018) 493.
[14] Akbari, E.; Spychalski, G.B.; Rangharajan, K.K.; Prakash, S.; Song, J.W.: Competing Fluid Forces Control Endothelial Sprouting in a 3-D Microfluidic Vessel Bifurcation Model, Micromachines, 10 (2019) 451.
[15] Chen, L.J.; Raut, B.; Nagai, N.; Abe, T.; Kaji, H.: Prototyping a Versatile Two-Layer Multi-Channel Microfluidic Device for Direct-Contact Cell-Vessel Co-Culture, Micromachines, 11 (2020) 79.
[16] Nemcovsky Amar, D.; Epshtein, M.; Korin, N.: Endothelial Cell Activation in an Embolic Ischemia-Reperfusion Injury Microfluidic Model, Micromachines, 10 (2019) 857.

Bibliografía

1 Centro Hakubi de investigación avanzada, Universidad de Kioto, Kioto 615-8540, Japón.
2 Departamento de Microingeniería, Universidad de Kioto, Kioto 615-8540, Japón Investigación
3 Centro de Ciencias Aplicadas, Academia Sinica, Taipei 11529, Facultad de Ingeniería de Taiwán,
4 Universidad Chang Gung, Taoyuan 33302, Taiwán

Este artículo es una traducción del editorial original en inglés para el Special Issue on Organs-on-Chips: Micromachines, 11 (2020) 369; doi:10.3390/mi11040369, MDPI, por Yu-suke Torisawa1,2 y Yi-Chung Tung3,4.

El artículo se complementa con adiciones y los correspondientes resúmenes de los artículos. Las ilustraciones están tomadas de los artículos especificados con pies de foto traducidos al alemán.

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